№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016



жүктеу 5.15 Kb.

бет4/18
Дата07.02.2017
өлшемі5.15 Kb.
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   18

2. Виды хламидий и их клинический потенциал 
На  данный  момент  род  Chlamydia  насчитывает  11  видов:  C.trachomatis, 
C.psittaci,  C.pneumonia,  C.suis,  C.muridarum,  C.abortus,  C.felis,  C.caviae,  C.pecorum
включая два недавно открытых вида C.avium и C.gallinacea [14]. Однако до сих пор 
появляются  статьи  о  потенциально  новых  видах,  что  не  удивительно  для  групп 
внутриклеточных паразитов. 
C.psittaci  классифицируется  на  6  сероваров  (A-F)  при  помощи  анти-MOMP 
моноклональных  антител  [15].  Отмечается  прямая  корреляция  серовора  и  хозяина: 
А- с попугаями, В- с голубями, С- с утками и гусями, D- с индейками, Е- с голубями 
и утками, F- с попугаями [16]. C.psittaci имеет 9 известных генотипов (A-F, E/B, M56 
и WC), которые принято считать патогенными для человека. 
C.psittaci  вызывают  системное  заболевание  (орнитоз,  пситтакоз)  у  домашних, 
диких  птиц  и  животных.  Орнитоз  является  широко  распространенной  зоонозной 
инфекцией.  Инкубационный  период  длится  2  недели.  Тяжесть  заболевания  птиц 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
27 
зависят от вирулентности штамма и вида птицы. Кроме того возраст может повлиять 
на  течение  болезни:  у  взрослых  птиц  может  наблюдаться  бессимптомное  течение 
инфекции,  в  то  время  как  у  молодых  как  правило  заболевание  протекает  остро.  У 
заражённых попугаев отмечаются: гипертермия, анорексия, вялость, взбитые перья, 
закрытые  глаза  и  понос  с  зеленистыми  выделениями.  Также  встречаются  признаки 
поражения  респираторной  системы,  выделения  из  носа,  чихание,  дыхание  с 
открытым ртом. Также обычно отмечается поражение печени и изменение перьевой 
окраски. 
У  индеек  серовар  D  вызывает  самые  тяжёлые  болезни:  конъюнктивит,  ренит, 
синусит, трахеит,  пневмония, перикардит,  энтерит,  а также снижение производства 
яиц. Уровень смертности без раннего лечения антибиотиками может быть высоким. 
Кроме того, штамм серовара D очень опасен для работников птицеводства, особенно 
на заводах по переработке мяса. 
Клинические  признаки  индеек  инфицированных  серотипом  с  низкой 
вирулентностью  более  мягкие,  ограничиваются  анарексией  и  поносом.  В 
противоположность 
этому 
инфицированные 
дикие 
голуби 
являются 
бессимптомными  латентными  носителями  и  выделяют  C.psittaci  с  пометом, 
респираторными  и  конъюнктивными  выделениями  [17].  Инфекции  у  уток  также 
часто  протекают  бессимптомно,  однако  контакт  с  ними  может  вызвать  тяжёлую 
пневмонию у людей. В некоторых случаях штаммы  С. psittaci могут  инфицировать 
других млекопитающих: собак, лошадей, свиней, и вызывать аборты и пневмонии. 
C.  avium.  Новый  вид  хламидий  получил  свое  название,  потому  что  птицы 
являются  единственными  известными  хозяевами  штаммов  идентифицированных  в 
настоящее время. Инфекция встречаются у голубей и попугаев. Присутствие агента 
у  других  видов  птиц  потенциально  возможно,  но  требует  дальнейшего 
подтверждения.  Известными  естественными  путями  передачи  являются:  вдыхание 
зараженных  частиц  пыли  или  аэрозолей  сухого  помета.  Большинство 
инфицированных  носителей  остаются  бессимптомными,  зоонозный  потенциал 
неизвестен.  Все  морфологические  и  культуральные  свойства  аналогичны  штаммам 
C.trachomatis и С.psittaci [18]
Последовательность  гена  16S  rRNA  штаммов  внутри  вида  различается  менее 
чем на 1%. Идентификация членов вида может проводится по  16S rRNA, RT-PCR и 
ompA последовательности [19]. 
C.abortus  является  возбудителем  энзоотического  аборта  овец,  остается 
наиболее распространённой причиной абортов в странах с развитым овцеводством. 
Экономический  груз  заболевания  очень  велик,  так  как  первичное  инфицирование 
C.abortus  вызывает  аборт  у  трети  суягных  овцематок,  и  до  60%  случаев  абортов  у 
коз. Крупный рогатый скот, свиньи, олени и лошади также могут инфицироваться. 
В  дополнение  к  экономическим  потерям  C.abortus  является  зоонозной 
инфекцией, 
с 
гетерогенным 
проявлением 
клинических 
признаков, 
от 
гриппоподобного  состояния  до  пневмоний.  В  литературных  источниках  нередко 
описываются  случаи  инфицирования  людей  C.abortus  с  развитием  пневмоний, 
поражением  урогенитального  тракта  мужчин  и  женщин  [20].  Хотя  C.abortus 
слабоверулентен  для  людей,  последствия  инфицирования  для  беременных  женщин 
находящихся  в  тесном  контакте  с  инфицированными  овцами  и  козами  являются 
катастрофическими.  Ассоциация  человеческих  абортов  с  хламидиозами  жвачных 
животных  предполагалась  еще  с  60  годов  прошлого  столетия  и  подтверждалась 
серологическими методами [21]. 
Лихорадка  с  головной  болью,  недомогание,  тошнота  и  рвота,  как  правило, 
первые симптомы инфекции у беременных женщин и часто сопровождаются болью 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
28 
в  животе  в  последующем  приводя  к  абортам  иногда  с  тяжелыми  осложнениями, 
такими  как  острая  почечная  недостаточность,  диссеминированое  внутрисосудистое 
свертывание  крови,  или  респираторный  дистресс-синдром,  что  требует 
искусственной  вентиляции  легких.  Исход заболевания  как  правильно  благоприятен 
на фоне лечения антибиотиками. 
Инфицирование  C.abortus  беременных  овцематок  и  коз  индуцирует  аборты, 
мертворождение,  или  рождение  ослабленного  потомства  с  нарушением  иммунного 
ответа  и  отставанием  в  развитии.  Также  у  молодняка  рожденного  от 
инфицированных  животных  встречаются  артриты,  конъюнктивиты,  воспаление 
легких.  Аборты  в  основном  происходят  в  последний  месяц  беременности  без 
предварительных  клинических  признаков.  Иногда  из  влагалища  наблюдаются 
выделения  за  несколько  дней  до  аборта,  чаще  у  коз,  чем  у  овцематок.  У 
абортированного 
плода 
макроскопические 
изменения 
отсутствуют. 
У 
абортированных самок без лечения антибиотиками развивается хронизация процесса 
или  бессимптомное  носительство  и  в  последствии  может  приводить  к 
абортированию  в  последнем  триместре  у  небольшого  процента  животных  [22]. 
Задержка плаценты редко регистрируется у овцематок, но часто встречается у коров 
и коз. Это может привести к метриту, и в редких случаях к летальному исходу. 
Заражение  самцов  происходит  от  инфицированных  самок  в  период 
скрещивания. Инфекция может вызывать эпидидимит и влияет на качество спермы, 
кроме  того  эякулят  как  правило  содержит  хламидий  и  является  источником 
последующего инфицирования эмбрионов и овец [23]. 
Chlamydia suis. До 1999 года, штамм C.suis относился к виду C.trachomatis из-
за  высокой  гомологии  ompA  гена  [24].  В  настоящее  время  общепризнанным 
естественным  хозяином  C.suis  являются  свиньи.  C.suis  вызывает  у  свиней: 
конъюнктивит, ринит, пневмонию, энтерит, репродуктивные расстройства такие как 
возвращение  к  течке,  эмбриональная  смертность  в  50%  случаях,  уменьшение 
качества  спермы  (уменьшение  подвижности  и  смерти  сперматозоидов  в  50%)  и 
многое другое включая бессимптомное течение [25]. Высокая степень генетического 
разнообразия  наблюдается  у  C.suis  по  сравнению  с  другими  видами  хламидий. 
Множество  отчётов  описывающих  неконгруэнтные  патологии  у  свиней 
возбудителями  Chlamydiaceae и их вариации вирулентности поддерживают  теорию 
генетического разнообразия возбудителя [26]. 
В  литературе  описаны  4  штамма  C.suis  вызывающих  конъюнктивит:  H5,  H7
R22  (США)  и  DC6  (Германия);  14  штаммов  C.suis  полученных  от  итальянских 
свиней с конъюнктивитом и/или нарушением репродуктивной функции: (от  MS1 до 
MS14);  5  кишечных  штаммов  R19,  R27,  130,  132  (США)  и  S45  (Австрия),  и  2 
респираторных  штамма:  R24  и  R33  (США).  Все  штаммы  C.suis  кроме  S45,  берут 
начало от свиней с клинической картиной заболевания. Штамм S45 был выделен из 
фекалий  бессимтомной  свиньи,  но  экспериментальная  кишечная  инфекция  на 
гнотобиотных поросятах с S45 доказали его патогенный потенциал, т.к. оно вызвало 
значительную кишечную болезнь [27]. 
Chlamydia felis. У кошек, C.felis вызывает конъюнктивит с тяжелым отеком век, 
мягкий  ринит,  глазные  и  носовые  выделения,  лихорадка,  и  хромота  при 
экспериментальном  инфицировании  [28].  Кроме  того,  C.felis  может  поражать 
генитальный  тракт,  приводя  к  хроническим  сальпингитам,  и  стойким  инфекциям 
яйцевода. 
Благодаря тесному контакту между кошками и их владельцами подозревается 
что  C.felis  вызывает  болезни  человека  в  частности,  фолликулярный  конъюнктивит, 
атипичные пневмонии, эндокардит с вторичным гломерулонефритом, цирроз печени 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
29 
у больных иммунодефицитом, что подтверждается серологическими методами [29]. 
Тем не менее, чистая культура, C. felis была изолирована только при конъюнктивите. 
Штамм  изолированный  из  глаз  ВИЧ-позитивного  пациента  страдающего 
хроническим  конъюнктивитом  был  не  отличим  от  изолированного  от  кошки  [30]. 
Считается что риск заражения людей C.felis от кошек низкий, о чем свидетельствует 
высокая распространенность инфекции у кошек и низкая у их владельцев [31]. Тем 
не менее, некоторые меры предосторожности оправданы при обращении с больными 
кошками. 
Chlamydia  caviae  инфицирует  морских  свинок  и  как  правило,  преобладает 
бессимптомное  течение  болезни,  в  некоторых  случаях  отмечается  клиническое 
проявление  заболевания  с  признаками  конъюнктивита  с  обильными  гнойными 
выделениями из век. Конъюнктивный хемоз, фолликулярная гипертрофия и паннус 
могут  развиться  уже  через  пять  дней  после  экспериментального  заражения. 
Кератоконъюнктивит самоограничивается и проходит в течение 3-4 недель. C. caviae 
может также вызвать инфекцию половых путей, вызывая симптомы, сопоставимые с 
теми, что вызывает C.trachomatis в организме человека [32]. 
ПЦР-анализ  позволил  обнаружить  C.caviae  в  конъюнктивных  мазках 
владельцев морских свинок с хламилийным коньюктивитом [33]. Автор сообщил, об 
умеренных  серозных  выделениях  из  глаз,  предлагая  зоонозный  потенциал  для 
C.caviae аналогично C.felis
Chlamydia  pneumonia.  C.pneumonia  вызывает  хронические  и  бессимптомные 
инфекции. Ранее данный вид рассматривался исключительно как патоген человека. 
Инфицирование приводит к респираторным заболеваниям: пневмония, хронический 
бронхит и астма, а также хронические заболевания, такие как атеросклероз. Тем не 
менее,  штаммы  C.pneumonia  являются  широко  распространенными  в  окружающей 
среде.  Они  были  найдены,  с  помощью  молекулярных  методов  в  рептилиях  (змеи, 
игуаны, хамелеоны, черепахи) и амфибиях (лягушки), а также в дыхательных путях 
лошадей и коал [34]. 
Хозяинами трёх биоваров описанных Everett в 2000 году [5] являются: человек 
(также  обозначаемый  штаммом  TWAR),  лошадь  и  коала.  Исследования 
генотипирования  штаммов  выделенных  от  людей  указывают  на  их  генетическое 
сходство,  в  отличие  от  штаммов  инфицирующих  животных.  Хотя  зоонозный 
потенциал  C.pneumonia  остается  неясным,  в  настоящее  время  они  так 
распространены  в  человеческой  популяции,  что  неизвестно  животные  или  люди 
являются изначальным резервуаром. 
Chlamydia pecorum. На самом деле большинство здоровых животных являются 
носителями  C.  pecorum  в  желудочно-кишечном  тракте  [35].  Несмотря  на  тот  факт, 
что инфекция может привести к энцефаломиелиту, эта бактерия вызывает несколько 
клинических  признаков,  таких  как  пневмония,  артрит,  конъюнктивит,  энтерит, 
заболевания  кишечного  тракта,  метрит  и  нарушение  фертильности  у  мелких 
жвачных животных, крупного рогатого скота, свиней и коал. 
Этот  вид  имеет  множество  антигенных  и  геномных  полиморфизмов,  в 
частности,  на  гене  МОМР  [36].  Патогенные  (изоляты  из  клинических  образцов)  и 
непатогенные  (изоляты  из  кишечного  тракта  здоровых  животных)  штаммы 
отличаются  генетически  [36].  Филогенетический  анализ,  мог  бы  отличить  их  на 
основе последовательности из трех потенциальных генов вирулентности, ompAincA 
(который  кодируют  мембранный  белок  включения),  и  в  том  числе  открытая  рамка 
считывания  (ORF)  15-нуклеотидных  вариантов  кодирования  для  тандемных 
повторов. Однако его потенциальный зоонозный риск до сих пор неизвестен. 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
30 
C.gallinacea.  Все  штаммы  данного  вида  идентифицированные  до  настоящего 
времени  были  выделены  от  домашних  птиц.  Штаммы  С.gallinacea  встречаются  у 
кур,  индеек  и  возможно,  у  других  домашних  птиц.  Агент  может  быть  выделен  из 
клоакальных  мазков,  фекалий  и  внутренних  органов  хозяев.  Еще  нет  никаких 
доказательств  патогенного  потенциала,  но  нельзя  исключать,  что  C.gallinacea 
способствует  клиническим  симптомам  у  птиц,  например,  в  смешанной  инфекции  с 
C.psittaci.  Кроме  того,  зоонозный  потенциал  инфицирования  уже  упоминался  в 
других источниках [37]. 
Заключение 
Хламидиозная  инфекция  имеет  большой  диапазон  хозяев  животных  и  птиц, 
вследствие  чего  распространена  на  огромные  территории.  Развитие  молекулярно-
генетических 
методов 
идентификации 
и 
усовершенствование 
методов 
культивирования  хламидий  позволило  расширить  знания  о  данной  группе 
микроорганизмов  и  увеличить  количество  видов.  Таксономические  данные 
пополняются  достаточно  часто,  за  счет  открытия  новых  видов  микроорганизмов  и 
детального  анализа  уже  открытых.  При  этом  таксономические  методы  постоянно 
модифицируются. 
Актуальность 
инфекции 
указывает 
на 
необходимость 
совершенствования методов диагностики в Казахстане. 
 
Литература 
1  Danilova  I.S.,  Obukhovskaya  O.V.  Сhlamidiosis  of  agricultural  animals  УДК 
619:616.98:579.882.11. 
2  Birtles RJ, Rowbotham  TJ, Storey C, Marrie  TJ, Raoult D. 1997. Chlamydia-like 
obligate parasite of free-living amoebae. Lancet 349:925–26. 
3  Bram  Vanthournout,  Frederik  Hendrickx  Endosymbiont  dominated  bacterial 
communities in a dwarf spider PLOS ONE | DOI:10.1371/journal.pone.0117297. 
4  Greub,  G.  &  Raoult,  D.  (2003).  History  of  the  ADP/ATP-translocase-encoding 
gene, a parasitism gene transferred from a Chlamydiales ancestor to plants 1 billion years 
ago. Appl Environ Microbiol 69, 5530–5535. 
5 Everett, K. D., Bush, R. M. & Andersen, A. A. (1999). Emended description of the 
order  Chlamydiales,  proposal  of  Parachlamydiaceae  fam.  nov.  and  Simkaniaceae  fam. 
nov.,  each  containing  one  monotypic  genus,  revised  taxonomy  of  the  family 
Chlamydiaceae,  including  a  new  genus  and  five  new  species,  and  standards  for  the 
identification of organisms. Int J Syst Bacteriol 49, 415–440. 
6  Schachter,  J.,  Stephens,  R.  S.,  Timms,  P.,  Kuo,  C.,  Bavoil,  P.  M.,  Birkelund,  S., 
Boman,  J.,  Caldwell,  H.,  Campbell,  L.  A.  &  other  authors  (2001).  Radical  changes  to 
chlamydial taxonomy are not necessary just yet. Int J Syst Evol Microbiol 51, 249, author 
reply 251– 253. 
7 Bavoil, P., Kaltenboeck, B. & Greub, G. (2013). In Chlamydia veritas. Pathog Dis 
67,  89–90.;  Greub,  G.  (2010).  International  Committee  on  Systematics  of  Prokaryotes. 
Subcommittee  on  the  taxonomy  of  the  Chlamydiae:  minutes  of  the  inaugural  closed 
meeting, 21 March 2009, Little Rock, AR, USA. Int J Syst Evol Microbiol 60, 2691–2693. 
8  Greub,  G.  (2013).  International  Committee  on  Systematics  of  Prokaryotes. 
Subcommittee  on  the  taxonomy  of  Chlamydiae:  minutes  of  the  closed  meeting,  23 
February 2011, Ascona, Switzerland. Int J Syst Evol Microbiol 63, 1934–1935. 
9  Goldman,  N.  (1998).  Phylogenetic  information  and  experimental  design  in 
molecular systematics. Proc Biol Sci 265, 1779–1786. 
10  Brunelle,  B.  W.  &  Sensabaugh,  G.  F.  (2006).  The  ompA  gene  in  Chlamydia 
trachomatis differs in  phylogeny and rate of evolution  from  other regions of the genome. 
Infect Immun 74, 578–585. 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
31 
11 Harris, S. R., Clarke, I. N., Seth-Smith, H. M. B., Solomon, A. W., Cutcliffe, L. 
T.,  Marsh,  P.,  Skilton,  R.  J.,  Holland,  M.  J.,  Mabey,  D.  &  other  authors.  (2012).  Whole-
genome  analysis  of  diverse  Chlamydia  trachomatis  strains  identifies  phylogenetic 
relationships masked by current clinical typing. Nat Genet 44, 413–9. 
12  Pannekoek,  Y.,  Morelli,  G.,  Kusecek,  B.,  Morre´  ,  S.  A.,  Ossewaarde,  J.  M., 
Langerak, A. A. & van der Ende, A. (2008). Multi locus sequence typing of Chlamydiales: 
clonal  groupings  within  the  obligate  intracellular  bacteria  Chlamydia  trachomatis.  BMC 
Microbiol 8, 42. 
13  Trestan  Pillonel,  Claire  Bertelli,  Nicolas  Salaminand  Gilbert  Greub 
Taxogenomics  of  the  order  Chlamydiales  International  Journal  of  Systematic  and 
Evolutionary Microbiology (2015), 65, 1381–1393. 
14  Vorimore  F,  Hsia  R-c,  Huot-Creasy  H,  Bastian  S,  Deruyter  L,  Passet  A,  et  al. 
(2013)  Isolation  of  a  New Chlamydia species  from  the  Feral  Sacred  Ibis  (Threskiornis 
aethiopicus): Chlamydia ibidis
15 PLoS ONE 8(9): e74823. doi:10.1371/journal.pone.0074823. 
16  Andersen,  A.A.,  1997.  Two  new  serovars  of  Chlamydia  psittaci  from  North 
American birds. J. Vet. Diagn. Invest. 9, 159–164. 
17  A.  Rodolakis,  K.  Yousef  Mohamad  Zoonotic  potential  of  Chlamydophila  / 
Veterinary Microbiology 140 (2010) 382–391. 
18  Magnino,  S.,  Haag-Wackernagel,  D.,  Geigenfeind,  I.,  Helmecke,  S.,  Dovc,  A., 
Prukner-Radovcic,  E.,  Residbegovic,  E.,  Ilieski,  V.,  Laroucau,  K.,  Donati,  M.,  Martinov, 
S., Kaleta, E.F., 2009. Chlamydial infections in feral pigeons in Europe: review of data and 
focus on public health implications. Vet. Microbiol. 135, 54–67. 
19 Matsumoto, A., Bessho, H., Uehira, K., Suda, T. (1991) Morphological studies of 
the  association  of  mitochondria  with  chlamydial  inclusions  and  the  fusion  of  chlamydial 
inclusions. J. Electron. Microsc. (Tokyo) 40, 356–363. 
20  K. Sachse, et  al.,  Evidence for the existence  of two new members of  the family 
Chlamydiaceae  and  proposal  of  Chlamydia  avium  sp.  nov.  and  Chlamydia  gallinacea 
sp.nov. Syst. Appl. Microbiol. (2014), http://dx.doi.org/10.1016/j.syapm.2013.12.004. 
21  Stepanek,  O.,  Jindrichova,  J.,  Horacek,  J.,  Krpata,  V.,  1983.  Chlamydiosis  in 
cattle  and  in  man:  an  epidemiologic  and  serologic  study.  J.  Hyg.  Epidemiol.  Microbiol. 
Immunol. 27, 445–459. 
22  Giroud,  P.,  Roger,  F.,  Dumas,  N.,  1956.  Certain  abortions  in  women  could  be 
attributed to agents belonging to the psittacosis group. C. R. Hebd. Seances Acad. Sci. 242, 
697–699. 
23 Waldhalm, D.G., Frank, F.W., Meinershagen, W.A., Philip, R.N., Thomas, L.A., 
1971.  Lambing  performance  of  ewes  inoculated  with  Chlamydia  sp  before  and  after 
breeding. Am. J. Vet. Res. 32, 809–811. 
24  Rodolakis,  A.,  Bernard,  K.,  1977.  Isolation  of  Chlamydia  from  genital  tract  of 
rams affected by clinical epididymitis. Bull. Acad. Vet. France 50, 65–70. 
25  Kaltenboeck  B,  Storz  J:  Biological  properties  and  genetic  analysis  of  the  ompA 
locus in Chlamydiae isolated from swine. Am J Vet Res 1992, 53:1482-1487. 
26 Schautteet and Vanrompay: Chlamydiaceae infections in pig. Veterinary Research 
2011 42:29. 
27 Hoelzle LE, Steinhausen G, Wittenbrink MM: PCR-based detection of chlamydial 
infection  in  swine  and  subsequent  PCR-coupled  genotyping  of  chlamydial  omp1-gene 
amplicons  by  DNA-hybridization,  RFLPanalysis,  and  nucleotide  sequence  analysis. 
Epidemiol Infect 2000, 125:427-439. 

№№1-12(81-92), қаңтар-желтоқсан, январь-декабрь, January-December, 2016              ISSN 2307-0188 
Ġylym ža̋ne bìlìm ġasyry – Vek nauki i obrazovaniâ – Science and education century 
___________________________________________________________________ 
 
 
32 
28  Guscetti  F,  Schiller  I,  Sydler  T,  Heinen  E,  Pospischil  A:  Experimental  enteric 
infection  of  gnotobiotic  piglets  with  Chlamydia  suis  strain  S45.  Vet  Microbiol  2009, 
135:157-168. 
29 Masubuchi,  K., Nosaka, H.,  Iwamoto, K., Kokubu, T., Yamanaka, M., Shimizu, 
Y.,  2002.  Experimental  infection  of  cats  with  Chlamydophila  felis.  J.  Vet.  Med.  Sci.  64, 
1165–1168. 
30 Griffiths, P.D., Lechler, R.I., Treharne, J.D., 1978. Unusual chlamydial infection 
in a human renal allograft recipient. Br. Med. J. 2, 1264– 1265. 
31  Hartley,  J.C.,  Stevenson,  S.,  Robinson,  A.J.,  Littlewood,  J.D.,  Carder,  C., 
Cartledge,  J.,  Clark,  C.,  Ridgway,  G.L.,  2001.  Conjunctivitis  due  to  Chlamydophila  felis 
(Chlamydia  psittaci  feline  pneumonitis  agent)  acquired  from  a  cat:  case  report  with 
molecular characterization of isolates from the patient and cat. J. Infect. 43, 7–11. 
32  Yan,  C.,  Fukushi,  H.,  Matsudate,  H.,  Ishihara,  K.,  Yasuda,  K.,  Kitagawa,  H., 
Yamaguchi,  T., Hirai,  K., 2000. Seroepidemiological  investigation of feline chlamydiosis 
in cats and humans in Japan. Microbiol. Immunol. 44, 155–160. 
33 Batteiger,  B.E., Rank, R.G., 1987. Analysis of  the humoral  immune response to 
chlamydial genital infection in guinea pigs. Infect. Immun. 55, 1767–1773. 
34  Lutz-Wohlgroth,  L.,  Becker,  A.,  Brugnera,  E.,  Huat,  Z.L.,  Zimmermann,  D., 
Grimm, F., Haessig, M., Greub, G., Kaps, S., Spiess, B., Pospischil, A., Vaughan, L., 2006. 
Chlamydiales in guinea-pigs and their zoonotic potential. J. Vet. Med. A Physiol. Pathol. 
Clin. Med. 53, 185–193. 
35 Bodetti, T.J., Jacobson, E., Wan, C., Hafner, L., Pospischil, A., Rose, K., Timms, 
P., 2002. Molecular evidence to support the expansion of the hostrange of Chlamydophila 
pneumoniae  to  include  reptiles  as  well  as  humans,  horses,  koalas  and  amphibians.  Syst. 
Appl. Microbiol. 25, 146–152. 
36 Jee, J., Degraves, F.J., Kim, T., Kaltenboeck, B., 2004. High prevalence of natural 
Chlamydophila species infection in calves. J. Clin. Microbiol. 42, 5664–5672. 
37 Yousef Mohamad, K., Rekiki, A., Myers, G., Bavoil, P.M., Rodolakis, A., 2008. 
Identification  and  characterisation  of  coding  tandem  repeat  variants  in  IncA  gene  of 
Chlamydophila pecorum. Vet. Res. 39, 56. 
38 Laroucau, K., de Barbeyrac, B., Vorimore, F., Clerc, M., Bertin, C., Harkinezhad, 
T.,  Verminnen,  K.,  Obeniche,  F.,  Capek,  I.,  Bebear,  C.,  Durand,  B.,  Zanella,  G., 
Vanrompay, D., Garin-Bastuji, B., Sachse, K. (2009) Chlamydial infections in duck farms 
associated with human cases of psittacosis in France.Vet. Microbiol. 135, 82–89. 

1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   18


©emirb.org 2017
әкімшілігінің қараңыз

войти | регистрация
    Басты бет


загрузить материал